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Curriculum Vitae: |
Nato a Galatina (Lecce) il 3 maggio 1979
Diploma di Maturità Scientifica nel 1998 con votazione finale: 50/60.
Laurea Specialistica in Chimica e Tecnologia Farmaceutiche. Votazione finale: 107/110. Titolo conseguito in data 15 luglio 2004, discutendo una tesi sperimentale dal titolo: “Effetto della mutazione di LCAT sull’efflusso cellulare di colesterolo”.
Nel 2004: Laureato Frequentatore presso il Dipartimento di Scienze Farmacologiche, Biologiche e Chimiche Applicate dell’ Università di Parma.
In Dicembre 2004 conseguimento dell’Abilitazione all’Esercizio della Professione di Farmacista, presso l’Università degli Studi di Parma (Esame di Stato superato con votazione finale 238/250).
Da Gennaio 2005 a Dicembre 2007: Dottorato di Ricerca in Farmacologia e Tossicologia Sperimentali, XX° ciclo. Titolo conseguito in data 3 marzo 2008, discutendo una tesi dal titolo: “Approcci farmacologici per la modulazione del trasporto inverso del colesterolo”, reperibile on-line sul sito web: https://dspace-unipr.cilea.it/handle/1889/809). Principali attività: farmacologia e tossicologia cellulare (studi in vivo ed in vitro); farmacologia cardiovascolare e dell’aterosclerosi; aspetti epidemiologici e nutrizionali delle dislipidemie; studi sperimentali attraverso tecniche classiche ed avanzate di biologia cellulare e molecolare. Nel 2007 “Visiting Scientist” presso l’Hôpital de la Pitié-Salpêtrière, unità U551 (oggi U939) “Dyslipoprotéinémies et athérosclérose” dell’INSERM (“Institut de la Santé et de la Recherche Médicale”), Parigi (Francia). Da Febbraio 2008 a Giugno 2009 attività di ricerca presso l’Università di Parma per lo svolgimento di ricerche sul tema "Tossicità da mezzi di contrasto per radiografia: meccanismi cellulari di danno e di progressione della malattia aterosclerotica”. Da Luglio 2009 attività di ricerca nell’ambito del progetto dal titolo “Potenziale diagnostico e terapeutico dei lisosfingolipidi e loro mimetici nell'arteriosclerosi”, sotto la responsabilità della Prof.ssa Manuela Simoni e del Prof. Jerzy Roch Nofer. In febbraio 2010 breve periodo di formazione presso il Centro di Ricerca Cardiovascolare dell’Università di Münster in Germania. In aprile e giugno 2010 brevi periodi di formazione presso il Centro di Ricerca Cardiovascolare dell’Università di Aachen in Germania.
COMPETENZE TECNICHE SPECIFICHE
Colture cellulari: preparazione (isolamento ex vivo), subcoltivazione, congelamento e scongelamento, manipolazione di linee cellulari primarie (macrofagi peritoneali, splenociti, HUVEC), stabilizzate e tumorali. Lipoproteine e dosaggi: modificazione chimica delle LDL (acetilazione ed ossidazione) per fini sperimentali; dosaggio delle frazioni trigliceridi, colesterolo totale ed HDL per via spettrofotometrica; ultracentrifugazione e “lipid profiling” attraverso FPLC. Dosaggio del glucosio plasmatico (ossidasi). Metabolismo cellulare del colesterolo: valutazione della sintesi endogena attraverso l’incorporazione di 14C-acetato negli steroli totali; valutazione dell’attività dell’enzima ACAT attraverso l’incorporazione di 14C-oleato negli esteri del colesterolo. Efflusso cellulare di colesterolo e fosfolipidi: valutazione del colesterolo o dei fosfolipidi rilasciati verso accettori proteici presenti nel medium di coltura da cellule radiomarcate con [1,2-3H]-colesterolo o [1,2-3H]-colina. La radioattività presente nel medium è misurata attraverso scintillazione liquida.
Valutazione del trasporto inverso del colesterolo in vivo: misura del trasporto inverso del colesterolo nel topo. Attraverso l’utilizzo di radioisotopi ([1,2-3H]-colesterolo) si quantifica la quota di colesterolo libero, colesterolo estere, steroli neutri ed acidi biliari con tecniche di estrazione con solventi su organi isolati, campioni di feci e plasma. Istologia ed immunoistochimica: quantificazione dell’aterosclerosi mediante preparazione “en face” dell’aorta e tramite valutazione delle placche a livello del seno aortico; preparazione delle sezioni di tessuto (inclusioni in OCT compound; criomicrotomo Leica; tecniche di fissaggio in formalina, paraformaldeide, ecc.), immunofluorescenza e colorazioni classiche; visualizzazione al microscopio ottico a fluorescenza. Citofluorimetria: breve esperienza al citofluorimetro FC500-CXP Beckman Coulter. Biochimica e Biologia molecolare: estrazione ed analisi di acidi nucleici da tessuti e cellule; estrazione, analisi e dosaggio di proteine da campioni biologici; utilizzo di PCR classica e real-time qPCR nello screening di numerosi geni e per la genotipizzazione di campioni biologici (animali transgenici, ecc.); disegno di primer; sequenziamento di DNA, con l’utilizzo della strumentazione relativa (ABI 3130); tecniche di clonaggio molecolare, trasformazione di colture batteriche (E. Coli) e lieviti (Pichia Pastoris); elettroforesi su gel di agarosio; western-immunoblotting; elettroforesi su gel di poliacrilamide (anche con gradiente). Dosaggio di citochine attraverso sistema Luminex (sistema “multiplex” basato sull’analisi di microsfere). Manipolazione animali: esperienza di lavoro nella sperimentazione animale in condizioni di stabulazione convenzionali ed SPF(“Specific Pathogen Free”) in stabulario certificato ISO 9001. Tecniche di somministrazione farmaci (orale, intraperitoneale), tecniche chirurgiche (anestesia, accesso, perfusione, isolamento di organi, porzioni di apparato vascolare e liquidi biologici), prelievo di sangue (plesso retrorbitale, vena caudale, puntura cardiaca); tecniche di breeding (utilizzo colonie transgeniche e tecnologia Cre-LoxP).
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